Bệnh xuất hiện do vi-rút Newcastle (Newcastle Disease virus: NDV) hay còn được biết đến với tên Avian Paramyxovirus type 1 gây ra. Hiện nay, các quốc gia đều đang duy trì một chương trình chủng ngừa nghiêm ngặt nhằm kiểm soát bệnh ND, tuy nhiên có vài dấu hiệu cho thấy ổ dịch ND vẫn có thể xảy ra bất kì lúc nào. Nhiều ý kiến cho rằng: nguyên nhân của hiện tượng này là do sự bất đồng kháng nguyên giữa dòng vi-rút trong vắc-xin và dòng vi-rút đang thực sự gây bệnh trong trại. Trong bài viết này, chúng tôi trình bày một thí nghiệm với vi-rút độc lực cao: genotype VII (NL/93), được phân lập từ một ổ dịch ND ở Hà Lan năm 1992 - 1993. Với dòng này, chúng tôi kiểm tra sự tồn tại của quá trình tiến hóa gien NDV bằng cách xem xét sự thay đổi kháng nguyên của vi-rút. Kết quả cho thấy: vắc-xin sống chứa kháng nguyên tương đồng với dòng genotype VII NL/93 không làm tăng khả năng bảo hộ khi so sánh với các vắc-xin thông thường khác chứa dòng genotype II. Khi công cường độc với vi-rút dòng NL/93, gà chủng ngừa bằng vắc-xin thông thường vẫn được bảo hộ đầy đủ trước các biểu hiện bệnh lâm sàng và giảm thiểu đáng kể sự bài thải vi-rút qua phân. Ngay cả với các vắc-xin bị nghi ngờ là không hiệu quả, vẫn cho kết quả tương tự. Các kết quả trên gợi ý rằng không có sự khác biệt về kháng nguyên giữa các vắc-xin, và tình trạng miễn dịch yếu của đàn có thể là do quá trình áp dụng chương trình chủng ngừa không thích hợp đã dẫn đến các ổ dịch và sự tràn lan các dòng NDV độc lực.

...

 

-->Giới thiệu

-->Vật liệu và phương pháp thí nghiệm

          a. Tế bào và vi-rút

          b. Phân lập RNA, RT-PCR và trình tự sắp xếp

          c. Sản xuất vắc-xin

          d. Kiểm tra khả năng gây bệnh, xét nghiệm ức chế ngưng kết hồng cầu (Haemagglutination Inhibition: HI)

          e. Thú thí nghiệm

          f. Bố trí thí nghiệm

          g. Phân tích thống kê

-->Kết quả

-->Thảo luận

-->Tài liệu tham khảo

 

...

 

SỰ BÙNG NỔ CỦA VI-RÚT GÂY BỆNH NEWCASTLE
- DO VẮC-XIN KHÔNG HIỆU QUẢ HAY DO CÁCH SỬ DỤNG KHÔNG THÍCH HỢP? -

(Newcastle Disease Virus Outbreaks
- Vaccine Mismatch or Inadequate Application?)

Tác giả: Jos C.F.M. Dortmans, Ben P.H. Peeters, Guus Koch, Viện Thú y Trung Ương Wageningen UR, PO Box 65, 8200 AB Lelystad, Hà Lan

.

GIỚI THIỆU

Bệnh Newcastle (Newcastle Disease:ND) là một trong những bệnh nguy hiểm và có thể gây ra thiệt hại nghiêm trọng cho ngành chăn nuôi gia cầm. Bệnh này do vi-rút Newcastle (Newcastle Disease virus: NDV) hay còn được biết đến với tên Avian Paramyxovirus type, 1 gây ra. NDV có khả năng gây bệnh trên 240 giống gia cầm và lan truyền dễ dàng qua nhiều đường lây lan khác nhau (Kaleta and Baldauf, 1988). Do tính chất ảnh hưởng kinh tế nặng nề của ND mà Tổ chức Sức khỏe Động vật Thế giới (World Organization for Animal Health: OIE) đã xếp bệnh này nằm trong danh sách các bệnh cần chú ý (Communities, 1992). Nhằm kiểm soát bệnh ND, chương trình chủng ngừa quy mô lớn đang được áp dụng ở các quốc gia thành viên trong Liên minh châu Âu và những nước khác trên thế giới.

Hầu hết các ổ dịch ND xuất hiện ở những gà mẫn cảm không được chủng ngừa, do đó, các quốc gia trên thế giới đều đang duy trì một chương trình chủng ngừa nghiêm ngặt nhằm kiểm soát bệnh này. Các vắc-xin ND ngày nay đều được sử dụng trong hơn 50 năm qua với chất lượng được khẳng định bởi sự an toàn và hiệu quả. Các dòng vắc-xin này đều thuộc nhóm genotype I và II - đây là các vi-rút được phân lập trong những năm 1940. Tuy nhiên trong hai thập kỉ gần đây, các chủng gây bệnh ND đã biến đổi khá nhiều; đa số các vi-rút được phân lập ở các ổ dịch tại Mỹ là vi-rút genotype V (Pedersen và cộng sự, 2004), trong khi đó tại châu Phi, châu Á và châu Âu hầu hết là genotype VI (paramyxovirus type I trên bồ câu) và VII (Abolnik và cộng sự, 2008; Irvine và cộng sự, 2009; Lien và cộng sự, 2007; Liu và cộng sự, 2007; Yu và cộng sự, 2001).

Mặc dù các vắc-xin có khả năng kiểm soát tỉ lệ bệnh và tỉ lệ chết khi gà chủng ngừa bị công cường độc với các dòng NDV độc lực cao (velogenic), nhưng một số nghiên cứu cho thấy: chúng không ngăn chặn sự xâm nhiễm và bài thải vi-rút, và do đó vẫn có thể dẫn đến sự lây lan mầm bệnh (gây bệnh cho những con mẫn cảm) (Kapczynski và King, 2005; Miller và cộng sự, 2009). Vì thế, các ổ dịch ND xảy ra có thể là do trại không thực hiện đúng quy trình chủng ngừa vắc-xin hoặc do sử dụng các vắc-xin không đạt chất lượng. Tuy nhiên, hiện nay có nhiều dẫn chứng cho thấy: vài ổ dịch ND vẫn xuất hiện trong trại thực hiện chương trình chủng ngừa chặt chẽ (Abolnik và cộng sự, 2004; Bogoyavlenskiy và cộng sự, 2009; Hassan và cộng sự, 2010; Ke và cộng sự, 2010; Oncel và cộng sự, 1997; Yang và cộng sự, 1999). Chính vì vậy, có nhiều ý kiến cho rằng: đang tồn tại sự bất đồng kháng nguyên giữa dòng vi-rút trong vắc-xin và dòng vi-rút đang thực sự gây bệnh trong trại (Hu và cộng sự, 2009; Kapczynski và King, 2005; Miller và cộng sự, 2009, 2007; Qin và cộng sự, 2008; van Boven và cộng sự, 2008).

Mục tiêu của bài viết này là điều tra sự tồn tại của tiến hóa gien NDV (bằng cách xem xét sự thay đổi kháng nguyên của vi-rút này) có làm giảm hiệu quả của các vắc-xin ND hiện nay. Để kiểm tra giả thiết, chúng tôi tiến hành so sánh hiệu quả phòng bệnh của vắc-xin thông thường và vắc-xin chứa kháng nguyên tương đồng với dòng genotype công cường độc.

^ Đầu trang

.

VẬT LIỆU VÀ PHƯƠNG PHÁP THÍ NGHIỆM

a. Tế bào và vi-rút

Tế bào QM5 (Antin và Ordahl, 1991) được phát triển trong môi trường Ford Dodge QT35 (Invitrogen, Carlsbad, CA, Mỹ) ở 37^oC trong máy ủ có 5% CO2. Môi trường được bổ sung thêm 5% huyết thanh phôi bò và 1% hỗn hợp kháng sinh: penicilin (100 đơn vị/ml) và streptomycin (100 mg/ml).

Chủng APMV-1/chicken/NL/152608/93 (NL/93) được phân lập trong ổ bệnh ND tại Hà Lan trong năm 1992 - 1993. Vào thời điểm đó, chỉ số gây bệnh đường não (intracerebral pathogenicity index: ICPI) được xác định là 1.84. Sử dụng phương pháp giới hạn enzyme và phân tích loài đã xếp vi-rút này vào nhóm genotype VII (Lomniczi và cộng sự, 1998) hay dòng 5a (Aldous và cộng sự, 2003). Vi-rút này được cấy chuyển hai lần bằng cách ủ trong trứng chứa phôi 10 ngày tuổi không-mang-mầm-bệnh (specific-pathogen-free: SPF) để kích hoạt lại độc tính của dòng này.

Một bản sao cDNA của dòng NDV độc lực thấp La Sota, có tên pNDFL và plasmid chứa pCIneo-P và pCIneo-L đã được mô tả trước đây (Peeters và cộng sự, 1999; Dortmans và cộng sự, 2009).

Sử dụng vi-rút tái tổ hợp của bệnh Đậu Gà, fpEFLT7pol (sau đây gọi tắt là FPV-T7), chứa RNA polymerase của thể thực khuẩn T7 như các mô tả trước đây (Peeters và cộng sự, 1999).

^ Đầu trang

.

b. Phân lập RNA, RT-PCR và trình tự sắp xếp

Bộ gien RNA được tách từ bộ kít High Pure Viral RNA (Roche, Almere, Hà Lan). Sợi DNA đầu tiên được tổng hợp bằng bộ kít Superscript^TM III Reverse Transcriptase (Invitrogen, Carlsbad, CA, Mỹ). Các mảnh cDNA dưới loài chồng chéo được tạo ra, tinh chế bằng bộ kít High Pure PCR (Roche, Almere, Hà Lan) và sau đó được sắp xếp theo trình tự.

Trình tự đoạn mồi được sử dụng để tạo ra các mảnh cDNA dưới loài chồng chéo và trình tự bộ gien đều có sẵn theo yêu cầu. Trình tự nucleotide được thực hiện bằng bộ kít BigDye Terminator v1.1 và máy phân tích gien 3130 (Applied Biosystems, Nieuwerkerk a/d IJssel, Hà Lan).

^ Đầu trang

.

c. Sản xuất vắc-xin

Đột biến gien PCR được sử dụng để tạo ra các điểm giới hạn duy nhất: Ascl (vị trí 4527), Fsel (vị trí 6347) và Pacl (vị trí 8366) trong chuỗi pNDFL cDNA, để hình thành plasmid pNDFL^AFP. Gien F và HN của chủng NL/93 được tổng hợp bởi công ty GenScript (Piscataway, NJ, USA). Gien F bị chặn bởi điểm giới hạn Ascl và Fsel và trình tự mã hóa điểm phân cắt protease của protein F0, ¹¹²RRQKR↓F¹¹⁷, đã được sửa đổi thành ¹¹²GRQGR↓L¹¹⁷ bằng cách gây đột biến 5 nucleotide. Gien HN bị chặn bởi điểm giới hạn FseI và PacI. Cả hai gien này được nhân bản giữa điểm AscI và PacI để tạo ra plasmid pNDFL(FHN)^NL93.

Để tạo ra vi-rút tái tổ hợp từ pNDFL^AFP và pNDFL(FHN)^NL93, tế bào QM5 bị gây nhiễm bằng FPV-T7 và đồng chuyển nhiễm với tất cả bộ gien nằm dọc theo cấu trúc và plasmid biểu hiện P và L đang sử dụng Fugene HD theo các hướng dẫn của nhà sản xuất (Roche, Mannheim, Đức). Sau ba ngày, thu hoạch phần dung dịch nổi trên bề mặt, rồi đem lọc qua bộ lọc 0.2 mm, và cấy vào trứng 9 đến 11 ngày tuổi chứa phôi SPF để đảm bảo trứng này chỉ nhiễm vi-rút NDFL^AFP và NDFL(FHN)^NL93. Để bảo quản vi-rút, các vi-rút này được lọc qua bộ lọc 0.2 mm một lần nữa và đem cấy vào trứng 9 đến 11 ngày tuổi có phôi SPF. Sự nhân lên của vi-rút được xác nhận qua xét nghiệm ngưng kết hồng cầu tiêu chuẩn.

Để điểm phân cắt protease ¹¹²GRQGR↓L¹¹⁷ không thay đổi thành điểm phân cắt độc lực cao, NDFL(FHN)^NL93 được cấy chuyển liên tiếp 15 lần qua trứng 9 đến 11 ngày tuổi có phôi SPF. Vi-rút từ các lần cấy chuyển được kiểm tra khả năng sản xuất các vết tan (plaque) trên tế bào QM5 không được bổ sung thêm trypsin ngoại sinh và vi-rút của lần cấy chuyển thứ 15 được kiểm tra bằng RT-PCR và phân tích trình tự gien.

^ Đầu trang

.

d. Kiểm tra khả năng gây bệnh, xét nghiệm ức chế ngưng kết hồng cầu (Haemagglutination Inhibition: HI)

Xác định chỉ số gây bệnh đường não ở gà con một ngày tuổi và thực hiện xét nghiệm HI như miêu tả trong Chỉ thị của Hội đồng Châu Âu 92/66/EEC (Hội đồng, 1992).

^ Đầu trang

.

e. Thú thí nghiệm

Tổng cộng 45 gà SPF được gây giống tại viện Thú y Trung ương của Wageningen UR (CVI) và được nuôi trong khu vực bị nhiễm cao. Thí nghiệm đã được phê duyệt của Hội đồng Đạo đức trong các Nghiên cứu Động vật của Viện Thú y Trung ương của Wageningen UR và phù hợp với pháp luật Hà Lan về các thí nghiệm trên động vật.

^ Đầu trang

.

f. Bố trí thí nghiệm

Thí nghiệm được thực hiện trên bốn lô gà không-mang-mầm-bệnh (specific-pathogen-free: SPF). Tại thời điểm ba tuần tuổi, mỗi lô 10 gà SPF được chủng ngừa vắc-xin qua đường mũi kết hợp với đường khí quản. Lô 1 được chủng ngừa bằng chủng NDFL (FHN)^NL93 (vi-rút tái tổ hợp chứa kháng nguyên của chủng NL/93 - chủng độc lực cao đang gây bệnh ND hiện nay) và lô 2 là chủng NDFL^AFP (vi-rút tái tổ hợp thường sử dụng trong các vắc-xin thông thường), với liều vắc-xin được lấy từ môi trường trứng bị nhiễm chứa 10⁶ EID50 (liều gây nhiễm cho 50% phôi thí nghiệm). Lô 3 và lô 4 sử dụng liều chứa 10⁴ EID50, với vắc-xin tương ứng NDFL (FHN)^NL93 và NDFL^AFP. Lô đối chứng âm gồm 5 con được tiêm PBS (Phosphate Buffered Saline: dung dịch nước muối đệm phosphate) với cùng đường tiêm.

Hai tuần sau khi chủng ngừa, tất cả gà được công cường độc với chủng NL/93 với mỗi liều chứa 10⁶ EID50. Sau đó, chúng được quan sát dấu hiệu lâm sàng cho đến khi kết thúc thí nghiệm, thời điểm 14 ngày-sau-khi-công-cường-độc (days-post-challenge:dpc). Mẫu dịch khí quản và mẫu phân được lấy vào ngày thứ 2, 4, 7 và 10 dpc. Các mẫu được đặt vào dung dịch đệm phosphate có 2.95% tryptose và được bổ sung kháng sinh phù hợp. Vi-rút gây nhiễm được định lượng bằng phương pháp pha loãng tới hạn (end-point dilution) trên 96 rãnh chứa tế bào QM5 (Antin and Ordahl, 1991).

Ba ngày sau khi ủ ở 37^oC, các tế bào được cố định và thực hiện nhuộm màu miễn dịch (Immunoperoxidase Monolayer Assay: IPMA) nhằm tìm các tế bào bị nhiễm. Để thực hiện việc tìm kiếm này, kháng thể chuột đơn dòng đặc hiệu của protein F kết hợp với 133 8E12A8C3 (CVI của Wageningen UR) được sử dụng như kháng thể sơ cấp. Kháng thể thỏ chống lại IgG của chuột (DAKO, Heverlee, Bỉ) được sử dụng như kháng thể thứ cấp. Hoạt động của peroxidase được phát hiện bằng cách sử dụng 3-amino-9-ethyl-carbazole (Sigma, St. Louis, MO, Hoa Kỳ) như cơ chất. Hiệu giá giá trị trung bình nhân của vi-rút được tính toán bằng phương pháp Reed và Muench (Reed và Muench, 1938) và biểu thị bằng log10TCID50/ml. Mẫu QM5 âm tính được dùng để kiểm tra sự hiện diện của vi-rút bằng cách tiêm dịch chiết mô không pha loãng của trứng có phôi SPF.

Mẫu huyết thanh được thu thập từ khi công cường độc cho đến khi kết thúc thí nghiệm (14 dpc) và phương pháp xét nghiệm HI được thực hiện trên 8 đơn vị ngưng kết hồng cầu của kháng thể. Hiệu giá giá trị trung bình nhân của kháng thể được biểu thị trên phạm vi log2. Kháng nguyên được sử dụng trong thí nghiệm này là NDFL^AFP, NDFL (FHN)^NL93, Netherlands/93 và chủng Ulster. Kháng thể chuẩn trong xét nghiệm HI là các kháng thể thường được sử dụng trong các chuẩn đoán ND của phòng thí nghiệm.

^ Đầu trang

.

g. Phân tích thống kê

Sử dụng phương pháp kiểm định Fisher (Fisher’s exact test) để phân biệt tần suất dương tính của mẫu dịch khí quản và mẫu phân, tỉ lệ bệnh và tỉ lệ chết của các nhóm chủng ngừa đối với nhóm đối chứng. Sử dụng phương pháp kiểm định Wilcoxon Mann–Whitney để phân tích thống kê hiệu giá vi-rút và hiệu giá huyết thanh. Khác biệt được xem là không có ý nghĩa khi P < 0.05.

^ Đầu trang

.

KẾT QUẢ

APMV-1/gà/ NL/152608/93 (gọi tắt là NL/93) là chủng đang gây bệnh ND hiện nay. Trình tự bộ gien của chủng này đã được xác định hoàn chỉnh. Trình tự lắp ráp gồm có 15.192 nt (số truy cập trong GenBank là JN986837), được xếp vào nhóm II theo phân loại dựa trên kích thước bộ gien. Khi so sánh trình tự bộ gien của NL/93 với trình tự của chủng APMV-1 đang có trong GenBank, kết quả cho thấy: có sự tương đồng về vi-rút ND được phân lập từ vịt và ngỗng. Nhận dạng trình tự cao nhất (95%) đã được tìm thấy với chủng ND/03/044 (số truy cập GQ338310) được phân lập ở Trung Quốc. Phân tích phả hệ trong các thí nghiệm trước đây thấy rằng: NL/93 có thể được xếp vào genotype VIIa (Lomniczi et al., 1998; Aldous et al., 2003). Phân nhóm dựa trên việc bắt cặp trình tự protein dung hợp (nt 47-422) và trình tự bộ gien hoàn chỉnh (số liệu không được thể hiện). Chỉ số gây bệnh được ước lượng khoảng 1.89 (Bảng 1).

Bảng 1 Đặc điểm vi-rút

Để tạo ra vắc-xin ND mới có gien tương tự với genotype VII đang gây ra các ổ dịch ND hiện nay, chúng tôi đã sử dụng phần trục của chủng La Sota, NDFL, để chứa gien F và HN của NL/93. Vì NL/93 chứa điểm phân cắt độc lực cao trên protein F, chúng tôi đã thay đổi điểm này thành điểm phân cắt độc lực yếu và kết quả tạo ra chủng NDFL(FHN)^NL93 an toàn hơn. Khi phân tích trình tự gien, chúng tôi thấy rằng: vi-rút không mang theo bất kì đột biến không mong muốn nào. Chỉ số ICPI (chỉ số gây bệnh đường não) được xác định là 0.0.

Để đánh giá tính ổn định của điểm phân cắt đã biến đổi của gien F, vi-rút tái tổ hợp đã được cấy chuyển liên tục 15 lần qua các trứng có phôi SPF 9 đến 11 ngày tuổi. Vi-rút của lần cấy chuyển thứ 15 không được sản xuất ra các vết tan trên tế bào QM5 trong môi trường không bổ sung thêm trypsin ngoại sinh (một đặc điểm của chủng độc lực yếu) và phân tích trình tự gien cho thấy gien F và HN vẫn không có sự thay đổi (số liệu không được thể hiện).

Vào thời điểm 18 - 21 ngày tuổi, mỗi lô 10 gà SPF được chủng ngừa bằng đường mũi kết hợp với đường khí quản với liều 10⁶ EID50 (liều tốt nhất) hay liều 10⁴ EID50 (liều không tối ưu) với vắc-xin tương ứng: NDFL (FHN)^NL93 và NDFL^AFP. Để đối chứng, 5 gà SPF được tiêm với PBS. 14 ngày sau khi tiêm phòng (0 dpc), tất cả gà được công cường độc bằng chủng NL/93 với liều 10⁶ EID50.

Trong các lô chủng ngừa: không thấy dấu hiệu lâm sàng và không có trường hợp chết. Ngược lại, tất cả gà trong lô đối chứng bị chết trong khoảng thời gian 4 đến 7 dpc sau khi xuất hiện các dấu hiệu lâm sàng trầm trọng. Tất cả gà đối chứng đều bài thải vi-rút trong dịch khí quản và phân, trong khi ở các lô chủng ngừa, không phát hiện vi-rút bài thải qua phân. Chỉ có một vài gà trong mỗi lô chủng ngừa bài thải vi-rút trong dịch khí quản ở khoảng thời gian 2 đến 4 dpc (Bảng 2).

Bảng 2 Tần số xuất hiện vi-rút công cường độc trong các mẫu phân lập của các nhóm thí nghiệm

Hiệu giá giá trị trung bình nhân của vi-rút công cường độc đối với mẫu dịch khí quản trong lô đối chứng vào ngày 2 dpc là 10^4.7 và vào ngày 4 dpc là 10^6.1; và đối với mẫu phân vào ngày 2 dpc là 10^1.0 và vào ngày 4 dpc là 10^3.9 (Biểu đồ 1). Trong lô chủng ngừa (chỉ lấy ở những con có bài thải vi-rút, như kết quả trong Bảng 2), lượng vi-rút bài thải ít hơn đáng kể khi so với lô đối chứng (P < 0.05), trong khi giữa các lô chủng ngừa thì khác biệt không có ý nghĩa. Kết quả này được xác thực bằng cách ước tính và lấy tổng số khu vực dưới đường cong bài thải vi-rút của mỗi gà trong bốn lô chủng ngừa (số liệu không được thể hiện).

Sơ đồ 1 Hiệu giá giá trị trung bình nhân của vi-rút trong mẫu dịch khí quản và mẫu phân tại thời điểm 2 và 4 dpc ở các gà phát hiện hiệu giá vi-rút. Các chữ nhỏ (a đến e) đại diện cho số lượng vi-rút bài thải trong toàn nhóm (xem thêm ở Bảng 2):
- (a) 5 trên tổng số 5
- (b) 3 trên tổng số 10
- (c) 5 trên tổng số 10
- (d) 4 trên tổng số 10
- (e) 1 trên tổng số 10
Hiệu giá (log10TCID50/ml) được xác định bằng phương pháp pha loãng tới hạn trên 96 rãnh chứa tế bào QM5. Thanh sai số đại diện cho độ lệch chuẩn. Sự bải thải vi-rút của tất cả các nhóm chủng ngừa giảm đáng kể khi so với nhóm đối chứng (P < 0.05).

Hiệu giá kháng thể được xác định bằng phương pháp HI với kháng nguyên là các vi-rút: Ulster, NL/93, NDFL^AFP và NDFL(FHN)^NL93. Sự tương tự amino acid của protein F và HN trong bốn vi-rút này được trình bày trong Bảng 3.

Bảng 3 Sự đồng dạng giữa các chủng sử dụng trong nghiên cứu này^a

Kết quả của xét nghiệm HI được thể hiện trong Sơ đồ 2và thấy rằng: không có sự khác biệt có ý nghĩa trong hiệu giá giá trị trung bình nhân của kháng thể giữa hai loại vắc-xin và giữa các lô áp dụng liều cao và liều thấp trong cùng thời điểm khi mỗi dữ liệu được bắt cặp từ các kháng nguyên khác nhau. Nói chung, không thấy sự khác biệt về hiệu giá kháng thể khi so sánh các kháng nguyên khác nhau. Tuy nhiên, một khác biệt có ý nghĩa về mặt thống kê (P < 0.05) trong hiệu giá trung bình HI được tìm thấy trong lô gà chủng ngừa với liều 10⁶ NDFL(FHN)^NL93 giữa kháng nguyên Ulster và NL/93 tại thời điểm 0 dpc, và trong lô gà chủng ngừa với liều 10⁴ NDFL(FHN)^NL93 giữa kháng nguyên Ulster và NDFL(FHN)^NL93 (Sơ đồ 2). Khả năng chuyển đổi huyết thanh (seroconversion - được tính khi hiệu giá HI tăng ít nhất 2 log2 sau khi công cường độc) được quan sát thấy trên 6 gà của lô 10 gà chủng ngừa với 10⁶ NDFL(FHN)^NL93 và 10⁶ NDFL^AFP, trên 10 gà của lô chủng ngừa với 10⁴ NDFL(FHN)^NL93 và 4 gà của lô chủng ngừa với 10⁴ NDFL^AFP.

Sơ đồ 2 Kết quả huyết thanh của các gà SPF chủng ngừa bằng hai loại vắc-xin với liều 10⁶ và 10⁴ EID50. Hiệu giá giá trị trung bình nhân của HI (log2) được xác định tại thời điểm 0 và 14 dpc bằng cách sử dụng bốn kháng nguyên khác nhau. Thanh sai số đại diện cho độ lệch chuẩn. Dấu (*) đại diện cho khác biệt có ý nghĩa về mặt thống kê giữa các hiệu giá kháng thể bằng cách sử dụng bốn kháng nguyên khác nhau (P < 0.05). Các màu sắc đại diện cho các kháng nguyên sử dụng trong xét nghiệm HI.

Tóm lại, có thể kết luận: sau khi sử dụng cả hai vắc-xin vô hoạt đơn chủng và dị chủng, hiệu giá HI đạt rất cao, thậm chí cả ở liều thấp hơn 500 - 5.000 lần khi so với liều được xem là tối ưu (Allan và cộng sự, 1978). Tất cả gà chủng ngừa không có biểu hiện bệnh và không bị chết, đồng thời giảm thiểu tối đa sự bài thải vi-rút trong dịch khí quản ở phần lớn các gà chủng ngừa. Không có gà chủng ngừa nào bài thải vi-rút qua phân.

^ Đầu trang

.

THẢO LUẬN

Trong các nghiên cứu gần đây, chúng ta thấy rằng: vắc-xin sống chứa kháng nguyên tương đồng với dòng đang thực sự gây bệnh trong trại không làm tăng khả năng bảo hộ hay làm giảm nhiều hơn sự bài thải vi-rút khi so với các vắc-xin sống thông thường khác. Thật vậy, vắc-xin sống thông thường, được chế tạo từ chủng độc lực yếu La Sota, cho thấy kết quả rất tốt, ngay cả ở liều vắc-xin bị nghi ngờ là không an toàn: 10⁴ EID50.

Khi công cường độc với vi-rút độc lực cao, nghĩa là chủng gây các ổ dịch: NL/93, gà chủng ngừa hoàn toàn được bảo vệ trước các biểu hiện bệnh và tình trạng chết do ND và không thấy hoặc giảm thiểu đáng kể sự bài thải vi-rút. Vắc-xin phù hợp, chứa kháng nguyên vỏ glycoproteins F và HN của vi-rút genotype VII NL/93, cho kết quả tương tự khi so với vắc-xin chủng La Sota. Các kết quả này được thấy ở nhiều thí nghiệm khác (Bwala và cộng sự, 2009; Jeon và cộng sự, 2008; Liu và cộng sự, 2003). Nghiên cứu về khả năng bảo hộ chéo cho thấy 100% có hiệu lực bảo hộ ở gà chủng ngừa với genotype II khi công cường độc với các vi-rút khác loại như genotypes V, VIb, VIg, VIId và IX (Bwala và cộng sự., 2009; Liu và cộng sự, 2003).

Thật đáng tiếc là các nghiên cứu trên không kiểm tra sự bài thải vi-rút sau khi công cường độc để đánh giá mức độ bảo hộ. Jeon và cộng sự đã quan sát thấy sự bài thải vi-rút ở các gà chủng ngừa sau khi công cường độc với vi-rút genotype VIId, nhưng sự bài thải này đã giảm đáng kể so với gà không chủng ngừa (Jeon và cộng sự, 2008). Các tác giả đã kết luận rằng: các gà chủng ngừa với lượng vắc-xin ít sẽ gây ra khả năng miễn dịch thấp và có thể trở thành gà nhạy cảm với sự xâm nhiễm của NDV. Điều này có thể giải thích tại sao vi-rút gây bệnh có thể di chuyển trong trại ở những gà thực hiện chủng ngừa không đầy đủ.

Kết quả thí nghiệm của chúng tôi không ủng hộ các vấn đề đang rộ lên gần đây ở các bài báo đã công bố (Hu và cộng sự, 2009; Kapczynski và King, 2005; Liang và cộng sự, 2002; Miller và cộng sự, 2007, 2009; van Boven và cộng sự, 2008; Yu và cộng sự, 2001) khi cho rằng các vắc-xin chỉ có khả năng ngăn ngừa bệnh mà không ngăn cản sự bài thải vi-rút. Khi sử dụng vắc-xin có genotype thích hợp, sự bài thải vi-rút giảm xuống đáng kể khi so với vắc-xin không có genotype thích hợp (Hu và cộng sự, 2009; Miller và cộng sự, 2009). Câu hỏi ở đây: có thật các kết quả tìm ra này chính là hiện trạng của các ổ dịch sẽ xảy ra trong tương lai, ngay cả khi không thực hiện thí nghiệm về khả năng lây lan mầm bệnh để kiểm tra sự khác biệt giữa sự bài thải vi-rút giữa vắc-xin có genotype thích hợp và vắc-xin không có genotype thích hợp?

Có đề nghị rằng: vi-rút genotype VII có thể bắt nguồn từ vùng Viễn Đông, từ các phân lập mới nhất ở Đài Loan vào năm 1984 (Lomniczi và cộng sự, 1998; Yang và cộng sự, 1999). Vào đầu thập niên 90, các vi-rút được phân lập từ các ổ dịch ở châu Âu thuộc genotype VII (Lomniczi và cộng sự, 1998). Một trong những vi-rút này là chủng NL/93 ở Hà Lan của ổ dịch 1992 - 1993. Tuy nhiên, các vi-rút tương tự vẫn là mối nguy hiểm cho ngành chăn nuôi gà trên toàn thế giới.

Gần đây, vi-rút genotype VII đã phân lập được từ châu Âu (Alexander, 2011) Kazakhstan và Kyrgyzstan (Bogoyavlenskiy và cộng sự, 2009), Sudan (Hassan và cộng sự, 2010), Malaysia (Tan và cộng sự, 2010), Hàn Quốc (Lee và cộng sự, 2004), Đài Loan (Ke và cộng sự, 2010; Lien và cộng sự, 2007), Trung Quốc (Liu và cộng sự, 2007), Nam Phi (Abolnik và cộng sự, 2004) và Tây Phi (Snoeck và cộng sự, 2009).

Trong các trại thực hiện quy trình chủng ngừa không đúng, hệ miễn dịch của đàn gà sẽ không đủ khả năng để ngăn cản sự lan truyền của bệnh (van Boven và cộng sự, 2008). Do đó, khi quá trình chủng ngừa không được thực hiện đầy đủ và / hoặc đúng lúc xảy ra sự xâm nhiễm của các tác nhân gây ức chế toàn bộ hệ miễn dịch, thì chính tình trạng miễn dịch kém của đàn tạo ra sự lây lan nhanh của mầm bệnh, chứ không phải do sự biến đổi kháng nguyên của vi-rút gây ra (Jeon và cộng sự, 2008).

Hơn nữa, chủng ngừa ND thường gây ra các tác dụng phụ từ nhẹ đến trầm trọng và gây ảnh hưởng đến sức sản xuất và tiến trình tiêm phòng các vắc-xin khác. Vì thế, các trại nên giảm thiểu các phản ứng này càng nhiều càng tốt để có được sự miễn dịch tối ưu. Ngoài ra, các phương pháp tiêm phòng đang áp dụng hiện nay như: phun sương (khí dung) hay trộn vào nước uống, đã không cung cấp đủ lượng vắc-xin cần thiết cho gà trong trại. Do đó, sử dụng một vắc-xin mới mà vẫn áp dụng phương pháp tiêm phòng cũ hay có quy trình chủng ngừa không đúng, thì việc sử dụng vắc-xin có genotype phù hợp vẫn không đem lại sự bảo hộ tốt hơn.

Như các báo cáo trước đây, cần thực hiện nhiều thí nghiệm khác để kiểm chứng các kết quả trên.

^ Đầu trang

.

...

.

TÀI LIỆU THAM KHẢO

Abolnik, C., Gerdes, G.H., Kitching, J., Swanepoel, S., Romito, M., Bisschop, S.P., 2008. Characterization of pigeon paramyxoviruses (Newcastle disease virus) isolated in South Africa from 2001 to 2006. Onderstepoort J. Vet. 75, 147–152.

Abolnik, C., Horner, R.F., Bisschop, S.P., Parker, M.E., Romito, M., Viljoen, G.J., 2004. A phylogenetic study of South African Newcastle disease virus strains isolated between 1990 and 2002 suggests epidemiological origins in the Far East. Arch. Virol. 149, 603–619.

Aldous, E.W., Mynn, J.K., Banks, J., Alexander, D.J., 2003. A molecular epidemiological study of avian paramyxovirus type 1 (Newcastle disease virus) isolates by phylogenetic analysis of a partial nucleotide sequence of the fusion protein gene. Avian Pathol. 32, 239–256.

Alexander, D.J., 2011. Newcastle disease in the European Union 2000 to 2009. Avian Pathol. 40, 547–558.

Allan, W.H., Lancaster, J.E., Toth, B., 1978. Newcastle disease vaccines. Their production and use. Food and Agriculture Organization of the United Nations, Rome, 163 pp.

Antin, P.B., Ordahl, C.P., 1991. Isolation and characterization of an avian myogenic cell line. Dev. Biol. 143, 111–121.

Bogoyavlenskiy, A., Berezin, V., Prilipov, A., Usachev, E., Lyapina, O., Korotetskiy, I., Zaitceva, I., Asanova, S., Kydyrmanov, A., Daulbaeva, K., Shakhvorostova, L., Sayatov, M., King, D., 2009. Newcastle disease outbreaks in Kazakhstan and Kyrgyzstan during 1998, 2000, 2001, 2003, 2004, and 2005 were caused by viruses of the genotypes VIIb and VIId. Virus Genes 39, 94–101.

Bwala, D.G., Abolnik, C., van Wyk, A., Cornelius, E., Bisschop, S.P., 2009. Efficacy of a genotype 2 Newcastle disease vaccine (Avinew) against challenge with highly virulent genotypes 5d and 3d. J. S. Afr. Vet. Assoc. 80, 174–178.

Communities, C.o.t.E., 1992. Council directive 92/66/EEC of 14 July 1992 introducing community measures for the control of Newcastle disease. Offic. J. Eur. Communities L260, 1–20.

Dortmans, J.C.F.M., Koch, G., Rottier, P.J.M., Peeters, B.P.H., 2009. Virulence of pigeon paramyxovirus type 1 (PPMV-1) does not always correlate with the cleavability of its fusion protein. J. Gen. Virol. 90, 2746–2750.

Hassan, W., Khair, S.A., Mochotlhoane, B., Abolnik, C., 2010. Newcastle disease outbreaks in the Sudan from 2003 to 2006 were caused by viruses of genotype 5d. Virus Genes 40, 106–110.

Hu, S., Ma, H., Wu, Y., Liu, W., Wang, X., Liu, Y., Liu, X., 2009. A vaccine candidate of attenuated genotype VII Newcastle disease virus generated by reverse genetics. Vaccine 27, 904–910.

Irvine, R.M., Aldous, E.W., Manvell, R.J., Cox, W.J., Ceeraz, V., Fuller, C.M., Wood, A.M., Milne, J.C., Wilson, M., Hepple, R.G., Hurst, A., Sharpe, C.E., Alexander, D.J., Brown, I.H., 2009. Outbreak of Newcastle disease due to pigeon paramyxovirus type 1 in grey partridges (Perdix perdix) in Scotland in October 2006. Vet. Rec. 165, 531–535.

Jeon, W.J., Lee, E.K., Lee, Y.J., Jeong, O.M., Kim, Y.J., Kwon, J.H., Choi, K.S., 2008. Protective efficacy of commercial inactivated Newcastle disease virus vaccines in chickens against a recent Korean epizootic strain. J. Vet. Sci. 9, 295–300.

Kaleta, E.F., Baldauf, C., 1988. Newcastle disease in free-living and pet birds. In: Alexander, D.J. (Ed.), Newcastle Disease. Kluwer Academic Publishers, Boston, pp. 197–246.

Kapczynski, D.R., King, D.J., 2005. Protection of chickens against overt clinical disease and determination of viral shedding following vaccination with commercially available Newcastle disease virus vaccines upon challenge with highly virulent virus from the California 2002 exotic Newcastle disease outbreak. Vaccine 23, 3424–3433.

Ke, G.M., Yu, S.W., Ho, C.H., Chu, P.Y., Ke, L.Y., Lin, K.H., Tsai, Y.C., Liu, H.J., Lin, M.Y., 2010. Characterization of newly emerging Newcastle disease viruses isolated during 2002–2008 in Taiwan. Virus Res. 147, 247–257.

Lee, Y.J., Sung, H.W., Choi, J.G., Kim, J.H., Song, C.S., 2004. Molecular epidemiology of Newcastle disease viruses isolated in South Korea using sequencing of the fusion protein cleavage site region and phylogenetic relationships. Avian Pathol. 33, 482–491.

Liang, R., Cao, D.J., Li, J.Q., Chen, J., Guo, X., Zhuang, F.F., Duan, M.X., 2002. Newcastle disease outbreaks in western China were caused by the genotypes VIIa and VIII. Vet. Microbiol. 87, 193–203.

Lien, Y.Y., Lee, J.W., Su, H.Y., Tsai, H.J., Tsai, M.C., Hsieh, C.Y., Tsai, S.S., 2007. Phylogenetic characterization of Newcastle disease viruses isolated in Taiwan during 2003–2006. Vet. Microbiol. 123, 194–202.

Liu, H., Wang, Z., Wu, Y., Zheng, D., Sun, C., Bi, D., Zuo, Y., Xu, T., 2007. Molecular epidemiological analysis of Newcastle disease virus isolated in China in 2005. J. Virol. Methods 140, 206–211.

Liu, X.F., Wan, H.Q., Ni, X.X., Wu, Y.T., Liu, W.B., 2003. Pathotypical and genotypical characterization of strains of Newcastle disease virus isolated from outbreaks in chicken and goose flocks in some regions of China during 1985–2001. Arch. Virol. 148, 1387–1403.

Lomniczi, B., Wehmann, E., Herczeg, J., Ballagi-Pordany, A., Kaleta, E.F., Werner, O., Meulemans, G., Jorgensen, P.H., Mante, A.P., Gielkens, A.L., Capua, I., Damoser, J., 1998. Newcastle disease outbreaks in recent years in western Europe were caused by an old (VI) and a novel genotype (VII). Arch. Virol. 143, 49–64.

Miller, P.J., Estevez, C., Yu, Q., Suarez, D.L., King, D.J., 2009. Comparison of viral shedding following vaccination with inactivated and live Newcastle disease vaccines formulated with wild-type and recombinant viruses. Avian Dis. 53, 39–49.

Miller, P.J., King, D.J., Afonso, C.L., Suarez, D.L., 2007. Antigenic differences among Newcastle disease virus strains of different genotypes used in vaccine formulation affect viral shedding after a virulent  challenge. Vaccine 25, 7238–7246.

Oncel, T., Alexander, D.J., Manvell, R.J., Ture, O., 1997. Characterization of Newcastle disease viruses isolated from chickens and pigeons in the South Marmara region of Turkey. Avian Pathol. 26, 129–137.

Pedersen, J.C., Senne, D.A., Woolcock, P.R., Kinde, H., King, D.J., Wise, M.G., Panigrahy, B., Seal, B.S., 2004. Phylogenetic relationships among virulent Newcastle disease virus isolates from the 2002–2003 outbreak in California and other recent outbreaks in North America. J. Clin. Microbiol. 42, 2329–2334.

Peeters, B.P., de Leeuw, O.S., Koch, G., Gielkens, A.L., 1999. Rescue of Newcastle disease virus from cloned cDNA: evidence that cleavability of the fusion protein is a major determinant for virulence. J. Virol. 73, 5001–5009.

Qin, Z.M., Tan, L.T., Xu, H.Y., Ma, B.C., Wang, Y.L., Yuan, X.Y., Liu, W.J., 2008. Pathotypical characterization and molecular epidemiology of Newcastle disease virus isolates from different hosts in China from 1996 to 2005. J. Clin. Microbiol. 46, 601–611.

Reed, L.J., Muench, H.A., 1938. A simple method of estimating fifty percent endpoints. Am. J. Hyg. 27, 493–497.

Snoeck, C.J., Ducatez, M.F., Owoade, A.A., Faleke, O.O., Alkali, B.R., Tahita, M.C., Tarnagda, Z., Ouedraogo, J.B., Maikano, I., Mbah, P.O., Kremer, J.R., Muller, C.P., 2009. Newcastle disease virus in West Africa: new virulent strains identified in non-commercial farms. Arch. Virol. 154, 47–54.

Tan, S.W., Ideris, A., Omar, A.R., Yusoff, K., Hair-Bejo, M., 2010. Sequence and phylogenetic analysis of Newcastle disease virus genotypes isolated in Malaysia between 2004 and 2005. Arch. Virol. 155, 63–70.

van Boven, M., Bouma, A., Fabri, T.H., Katsma, E., Hartog, L., Koch, G., 2008. Herd immunity to Newcastle disease virus in poultry by vaccination. Avian Pathol. 37, 1–5.

Yang, C.Y., Shieh, H.K., Lin, Y.L., Chang, P.C., 1999. Newcastle disease virus isolated from recent outbreaks in Taiwan phylogenetically related to viruses (genotype VII) from recent outbreaks in western Europe. Avian Dis. 43, 125–130.

Yu, L., Wang, Z., Jiang, Y., Chang, L., Kwang, J., 2001. Characterization of newly emerging Newcastle disease virus isolates from the People’s Republic of China and Taiwan. J. Clin. Microbiol. 39, 3512–3519.

...

 

Bài báo này được đăng trên tạp chí “Veterinary Microbiology

 

 << Trở về trang Các thông tin khác